三十多年来,Aurora科学测量仪器一直是全球领先科学研究人员的选择。我们选择的双模式杠杆系统和力传感器用于广泛的生命科学研究专业,包括运动和代谢,心脏病学,损伤恢复,老年病学,疾病进展,药理学等。我们的快速响应传感器被认为是研究气味动力学和信息素/羽流分散的嗅觉研究的基准仪器,我们的机械刺激器技术被用于研究神经元对触摸,疼痛和伸展的反应。许多仪器也被材料科学研究人员用于研究人造肌肉,运动和纳米材料的特性。  

Aurora (大、小鼠)整体动物肌肉测试系统 (1300A 1305A)

能够弹性地应用“活体,原位,离体”三种不同的实验技术去准确地测量动物的肌肉性能

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商品描述

能够弹性地应用“活体,原位,离体”三种不同的实验技术去准确地测量动物的肌肉性能



一个多功能性的系统: 能够弹性地应用 “活体,原位,离体”三种不同的实验技术去准确地测量啮齿类动物的肌肉性能

        

                 活体实验装置                                                                            离体实验装置                                                         原位实验装置


1300A 和 1305A 是高性能和高精确度的测试系统,让研究者利用简要的方法去测量肌肉的张力和各种力学性能。

通过把活体肌肉测试,原位肌肉测试和离体肌肉测试三种技术融合到一个系统里面,使研究者能够捕捉到啮齿类动物肌肉生理的全貌。测试系统配备针对小鼠或大鼠的实验平台装置(可与控温器组合),而且能配合不同的夹器把动物的身体和後肢固定在一个平台上,得以在实验当中保持稳定。另外,透过简单的置换,可以把装置的动物平台更换成
一个25ml容积的横向浴盆,去进行离体肌肉测试实验。这个系统更应用了Aurora Scientific 的旗舰双模肌肉杠杆系统; 一个双模传感器,不仅能测量力度和长度,同时也有控制力度和长度的能力。

建立於双模传感器强大能力的基础上,肌肉样本和双模传感器之间只需要一个连接点,就能够同时去进行力度和长度的测量和控制,大幅减省了实验操作时程,同时也提高了数据生产率。除此之外,系统也备有高能双相刺激器和相应的电极。

数据采集方面,控制和分析软件会预先安装在电脑主机之中。实验前操作准备,数据采集和数据分析都能通过我们的控制和分析软件(DMC/DMA)在数分钟内完成。静息长度,静息力度,刺激等参数和进行实验的方案都可以通过控制软件(DMC)去设置。电脑桌面也会提供标准实验方案的扩充程式库,方案包括: 抽搐张力,强直收缩张力,疲劳,力-刺激频率,力-收缩速率,硬度和功循环等。
 




● 强大的三合一融合设计: 节省时间和空间的同时提高了生产力
● 高实验产出
● 高速的数据采集和分析软件: 用於Windows 或 Linux 操作系统
● 双用刺激器: 通过电场或神经进行刺激
● 可进行理想的活体动物实验方案: 精密且可控温的平台
● 在一个系统的基础上,可以组合测试小鼠和大鼠的配置
● 测量的力值峰度: 0.5N至10N

● 能够进行更多复杂且多方面测量的方案
● 测量力度峰值可达10N(1000g)



1300A/1305A/1310A用于小鼠,大鼠,狗,猪和其他大型动物的全动物系统

我们的1300A系统最初仅设计用于在小鼠和大鼠中进行足板(体内)实验。它迅速扩展成一个系统,也可用于原位实验,并建立了水平体外附加浴。后来建造了各种版本的系统,以适应更大的动物模型,直至猪和狗的大小。可以执行的典型实验与1200A系统系列的实验相似,不同之处在于可以通过原位方法测试更广泛的肌肉选择。那些没有手术可及肌腱或非常大而无法在体外测试的肌肉现在可能使用原位方法发挥作用。


常见样品:

骨骼肌-离体:趾长伸肌(EDL)、比目鱼肌、跖肌、横膈膜、蚓状肌

骨骼肌-原位:胫前肌(TA)、腓肠肌、股四头肌、腘绳肌、舌头、肩袖

骨骼肌-活体:背屈(TA,EDL)、足底屈肌(胃,比目鱼,足底)、下颌、食指(趾短屈肌FDB)

人造肌肉和结缔组织:软骨、上皮组织、肌腱


常见实验:

抽搐:设计用于引起单个或少量肌肉纤维收缩的单脉冲。

强直收缩:快速连续多次电脉冲,导致时间总和和完全肌肉收缩。

疲劳:经常重复次最大的强直性收缩,以引起肌肉疲劳。

力频率:改变刺激频率的速率,以评估引起最大强直作用力的最佳频率

不规则:在等长强直性收缩过程中主动拉伸肌肉以诱发损伤并评估对损伤或从中恢复的抵抗力。

步态分析/建模练习(等渗,同心):控制肌肉力量输出(等渗)以评估肌肉的缩短速度。

刚度:被动正弦延长和肌肉缩短,以评估组织的固有刚度。

应力应变:增量延长组织以计算材料的杨氏模量。


3-in-1 in-situ System Enables Biologist to Test Physiology of Muscle Regeneration

CHALLENGE

As a molecular and developmental biologist, Dr. Chen-Ming Fan of the Carnegie Institution for Science studies the molecular mechanisms involved in mammalian development, most notably in the musculoskeletal system. Over the years Dr. Fan has uncovered developmental mechanisms that are involved in muscle regeneration through the skeletal muscle stem cell niche, as regeneration is thought to be a recapitulation of development processes.

After identifying mechanisms that may aid in skeletal muscle regeneration, Dr. Fan needed a way to test if muscle function was improved or restored in aged and diseased mouse models.

SOLUTION

With the ability to test muscle function in-situ and in-vivo, the 1300A Whole Animal System was the logical choice for Dr. Fan to expand his research from molecular mechanisms to functional measurements. The in-situ setup would allow Dr. Fan to measure force produced by specific muscles in the hindlimb while keeping the muscle’s blood supply and nervous input intact. This represents a more physiological environment than the standard isolated muscle experiments. In addition, measurements of aggregate hindlimb function without surgery using the in-vivo setup would permit longitudinal study of muscle regeneration and functional recovery in aged and disease states.

RESULTS

Once the whole animal system was installed and demonstration complete, Dr. Fan and his students were extremely excited about the prospect of the system and began making functional measurements immediately. The lab employed the in-situ technique to measure functional recovery of the Tibialis Anterior (TA) following experimentally induced muscle injury in aged and dystrophic mice. Just over a year later, Dr. Fan’s lab published a paper in Nature Medicine citing our 1300A system. Dr. Fan stated it would not have been possible to publish this article without the 1300A whole animal system and he continues to utilize this powerful system to further test the mechanisms involved in muscle regeneration.



* Rooney, Jachinta and Rich Lovering. “Single muscle contractile measurements in vivo and in situ.” NIH SOP: MDC1A_M.2.2.002 (2015): 1-8.
Al-Sajee, Dhuha et al. “Xin-deficient mice display myopathy, impaired contractility, attenuated muscle repair and altered satellite cell functionality.” Acta Physiologica 214.2 (2015): 248-260.
Thomas, Melissa M. et al. “Early oxidative shifts in mouse skeletal muscle morphology with high?fat diet consumption do not lead to functional improvements.” Physiological Reports 2.9 (2014): e12149.
Ambrosio, Fabrisia et al. “Arsenic induces sustained impairment of skeletal muscle and muscle progenitor cell ultrastructure and bioenergetics.” Free Radical Biology and Medicine 74 (2014): 64-73.
Distefano, Giovanna et al. “Neuromuscular Electrical Stimulation as a Method to Maximize the Beneficial Effects of Muscle Stem Cells Transplanted into Dystrophic Skeletal Muscle.” PLoS ONE 8.3 (2013): e54922.
Alway, Stephen E. and Robert G. Cutlip. “Resistance Loading and Signaling Assays for Oxidative Stress in Rodent Skeletal Muscle.” Methods in Molecular Biology Myogenesis (2011): 185-211.